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Saturday, December 22, 2018

How to sow orchid seeds

Sorry, this article is still in french but I will try to translate it soon...


Rendons à César ce qui appartient à César, ce tutoriel a été réalisé à ma demande par Laurent Minet, car je dois l'avouer j'ai toujours semé d'une seule et unique façon et je voulais tester cette technique très efficace du semis à la seringue!!
 Matériel :
10 seringues de 10 ml avec embout luer-lock
10 aiguilles de seringues de gros calibre ( 18-14 G). il est judicieux de détruire le biseau de la pointe de l’aiguille, qui ne sert à rien ici sauf à se blesser en la manipulant. Un coup de pierre à aiguiser ou de papier de verre fera l’affaire. Éviter une pince coupante qui risque d’écraser la pointe de l’aiguille et de la refermer.
Coton (ouate à démaquiller par exemple)
Pincettes fines
Solution désinfectante (0.5% NaDCC par ex) avec détergent (Tween )
Eau stérile avec détergent (Tween)
Vaporisateur avec désinfectant (hypochlorite, peroxyde, alcool, …)
Méthode :
1°) numéroter les seringues (étiquettes autocollantes + papier collant)
2°) rouler entre les doigts une petite boulette de coton. Ni trop, ni trop peu. Trop, le coton serait trop tassé dans l’embout d’aiguille, et l’eau passerait mal. Trop peu, les graines iraient se fourrer entre les fibres du coton mal tassé et resteraient bloquées. Enfoncer la boulette dans l’embout d’aiguille, replacer l’aiguille sur la seringue en bloquant le raccord luer lock. Le tout AVEC le « capuchon » sur l’aiguille. Moins on la manipule, plus elle reste propre.
      






3°) les 10 (ou moins) seringues étant prêtes, faire une liste de correspondance « lot de graines – numéro de seringue ». Noter également le nombre de flacons de semis qu’on compte faire avec chaque lot, ça servira plus tard pour préparer les flacons avant le semis, et pour savoir combien de ml d’eau stérile aspirer dans chaque seringue pour préparer la suspension de graines à semer




4°) les semences sont mises à tremper depuis quelques minutes (jusqu’à une semaine, si gardé au frigo) dans quelques (maxi 10) ml d’eau distillée (pas besoin d’eau stérile à ce stade), un tube par lot. On peut se passer de cette étape, et transférer directement les graines sèches du paquet à la seringue, mais ça va un peu moins bien.


5°) préparer dans deux récipients stériles, la solution désinfectante (Cl sur la photo) et l’eau stérile, en n’oubliant pas d’ajouter au dernier moment un peu du détergent de son choix. Sans détergent, ça va vraiment moins bien.


6°) retirer le piston de la première seringue, ainsi que le capuchon de son aiguille, verser le contenu du tube (eau + semences) dans le corps de la seringue, replacer le piston. Ejecter le liquide contenant les graines, dans un récipient « poubelle », les graines resteront coincées par la boulette de coton.





7°) Aspirer quelques ml, selon le volume de graines à stériliser, de la solution de stérilisation, à travers l’aiguille et le coton. La solution en passant par le coton et l’aiguille, va tout stériliser, y compris les graines qui repassent dans le corps de la seringue.  Ça peut etre assez difficile, le coton bien tassé ralentit fortement le passage des liquides. Un ou deux ml de solution sont souvent suffisants pour une petite quantité de graines de toute manière.Procéder de même avec toutes les seringues de la série. Noter l’heure-minute correspondant au remplissage/stérilisation de la dernière seringue. Laisser les seringues à l’horizontale, pendant un temps variable selon le type de graines, la solution de stérilisation utilisée, la quantité de graines, leur état sanitaire, etc… J’utilise souvent entre 15 et 25 minutes, avec le NaDCC à 0.5%.




8°) pendant que la stérilisation se déroule, noter le nom des croisements à semer, en commençant par le dernier de la liste de 10 (ou moins), de manière à ce qu’en empilant les flacons, le premier à semer (le N°1 de la liste) se trouve au dessus de la pile. Ne pas oublier d’agiter les seringues 2- 3 fois pendant la période de stérilisation. NE PLUS toucher les aiguilles, qui vont devoir tremper dans l’eau stérile plus tard, il ne faut pas contaminer le récipient d’eau stérile. Par précaution, vaporiser une solution antiseptique sur les seringues, et surtout sur les aiguilles.
9°) une fois le temps de stérilisation écoulé, éjecter le liquide de la première seringue dans le récipient « poubelle ». En fonction du tassement du coton, de la finesse et de la quantité de graines, ça peut être très rapide, ou vous valoir une belle tendinite au pouce après la cinquantième seringue. L’expérience fera que vous pourrez juger de la quantité de coton à utiliser, et donc de son tassement.



10°) aspirer de l’eau stérile dans la seringue. Le volume dépend de la quantité de graines et du nombre de flacons à semer. Avec des flacons de 8*11 cm de surface, j’utilise +/- 1 ml d’eau par flacon. Répéter les étapes 9 et 10 pour chaque seringue. Une fois l’eau stérile aspirée dans la seringue, la stérilisation s’arrête, et les graines peuvent rester dans l’eau stérile pendant le temps qu’il faudra pour arrêter la stérilisation de toutes les autres seringues.




11°) replacer le capuchon sur l’aiguille, pour dévisser cette dernière de l’embout luer lock en tournant dans le sens anti horloger.


12°) d’une main, soulever le coin du couvercle du flacon à ensemencer, et de l’autre, éjecter le volume approximatif souhaité de suspension de graines stérilisées, sur la gélose. Refermer, incuber, brûler des cierges anti-contamination.


Il arrive que des graines restent coincées dans le « bouchon » de coton lors du retrait de l’aiguille juste avant de semer. Si la quantité ainsi perdue est jugée trop importante, on peut retirer le coton avec des pincettes stériles, et rincer ce « bouchon » dans le liquide qui a été transféré dans un des flacons de semis. Cette manipulation augmente le risque de contamination, mais permet parfois de sauver des graines très fines, rares et précieuses, comme dans le cas des semis de Lepanthes.




Après avoir vidé les 10 seringues, les rincer en aspirant de la solution stérilisante, remplacer les éventuels bouchons de coton qu’on a du retirer pour en rincer les graines, ou qui se sont révélés tellement trop tassés qu’ils rendent la manip pénible. On peut recommencer à semer une seconde série de 10 lots de graines immédiatement, ou stocker els seringues ainsi rincées dans une boite à l’abri des poussières jusqu’à la prochaine séance. Il n’est pas inutile de stériliser (chaleur) le lot de seringues de temps en temps avant de recommencer à semer. Il faut également les remplacer de temps en temps, car le bout du piston (en caoutchouc) se laisser aller avec le temps et a tendance à se décrocher pour un rien.
Avant la première utilisation de seringues neuves, il est aussi utile d’essuyer convenablement l’embout du piston et l’intérieur du corps de la seringue, avec un papier essuie-tout (s’aider d’une pincette), car la plupart des modèles sont venus stériles et lubrifiés avec un silicone qui a tendance à engluer les premiers lots de semences si on ne prend pas la précaution de l’éliminer avant utilisation.

Sunday, November 13, 2016

Usability tests of coconut's water in medium for in vitro propagation of orchids

As transplanting media, I often use Orchimax or P668, but I add some ingredients, as for example coconut water.
Coconut water is rich in potassium, various minerals and antioxidants, but what interest us is that it is rich in cytokinin, an hormone essential to the development of plants.

https://en.wikipedia.org/wiki/Cytokinin

I have prepared three different media.
One with 3% coconut water, a second one with 7% and a third one with 11%.

In each medium I added NAA and IBA too, which are auxins, an other hormone "family"essential to the development of plants.

https://en.wikipedia.org/wiki/Auxin

I decided to do my tests with some Angraecum magdalenae's seedlings.



I have transplanted some seedlings in two flasks of each media.
I'll give them the same conditions, light and temperatures, and I'll see in the next weeks, months, the differences.




I shall try, if it is significant, to post photos of  the flasks weeks after weeks

To know if the packaged coconut water is as effective as the water from fresh green coconut, I have prepared a 4th media, with fresh coconut water in the same % than the 3rd media, in which I have transplanted A.magdalenae's seedlings too.


I freeze the surplus in an ice-cube tray to be able to reuse them when I shall need it.
Each ice-cube is made with 15ml of coconut water.



Saturday, September 10, 2016

Some example of my orchids in vitro propagation


Two of my last sowings, from last June.
Angraecum dollii and Aerangis arachnopus, the pink variety



Some flasks with hundreds of seedlings, I'll have to replate soon...

Angraecum arachnites


Angraecum scottianum


And some flasks with seedlings nearly ready to be "outflasked"

Angraecum mahavavense


Aerangis mystacidii


Aerangis punctata


A really rare one, Oeonia volucris

Monday, February 29, 2016

Example of outflasking: Angraecum elephantinum

Most of Angraecum which are sold in EUrope, as in the US, as the result of different crosses between others  Angraecum (didieri, elephantinum, rutenbergianum...). The result is that today these A.elephantinum have round and pure white flowers, distinct of the native A.elephantinum.
 
In 2011 I was Lucky to obtain seeds from an old form of A.elephantinum.
I sown them in our lab, with good results, because I wanted this "old form" to become more popular.
 
Here is an example of an outflasking of some seedlings of this species.
 
In this flasks, the seedlings are big enough to be outflasked. Leaves and roots are big enough.
 
 
 
Jere they are, with roots still in the media.
 
 

In order to clean the roots of any tracks of media, which could rot roots if everything is not eliminated,  you just have to dip them a few minutes into  tepid water and then, by means of the fingers, to clean a seedling after the other one.
 

 
These seedlings grew up in a sterile environment until their exit, they are rather sensitive, it is thus necessary to lose the least possible.
Best is to treat them with an antifungal, as for example the azoxystrobine
This product is a chemical, thus to manipulate with precaution.
 
 
After this small treatment, I give them another bath, strengthening this time
I let them some hours in water with Rhizotonic (stimulating for roots), Superthrive (hormones and vitamins) and a little fertilizer.
 
 
 
After a few hours I take out seedlings and I put some in pots, and mount some others on a piece of bark of cork, or of Douglas...and now they are ready to go in my greenhouse
 
 
 
Here are two seedlings which are two and half years old...nearly blooming size!!
 
 
 
 
 
 

Wednesday, February 17, 2016

Our lab



Here is a small presentation of a basement transformed into lab for in vitro culture.
It is the lab of our association, called AROS, so we named it "lab'AROS"!!

Here are some pictures of this space only dedicaced to this actuvity, the reproduction of orchids...

Front, the autoclave, where we  first sterilized our empty flasks, and then the flasks with medium.
Today we only use it to sterilize the medium.

Behind, the "oven" for the sterilization of the small material ( scalpels, clamps, etc...)
 

Here we prepare the medium and the hypochlorit for the seeds' sterilization



Here is one of our laminar flow Hood, which we use only to store our sterilized flasks, sterilized water, filters, etc...
 


And here is the laminar flow Hood where we usually work.



 
On the last picture you can see the place where we store our flasks after the sowing or after transplantings.
 
 
 
As we have no more place in this basement, we shall move certainly move in a real lab, rented at the University of Starsburg....but as we don't exactly know when this will happen, we continue to work in our "old" lab....with success!!